Micoplasmosis aviar

Las características especiales de estos microorganismos conducen a prestar una altísima atención a las medidas de bioseguridad ya que estos se encuentran muy dispersos en la naturaleza. Las aves de traspatio, aves silvestres y otros seres vivos han sido halladas como importantes reservorios (Ferguson, 2003). Hoy se cuenta también con numerosos estudios referidos a la gran capacidad de diseminación horizontal, producción de biofilms en elementos inertes (resistencia a desinfectantes y condiciones ambientales adversas) y tejidos vivos (resistencia antibióticos y sistema inmune)(McAuliffe, 2006), parasitismo extracelular e intracelular (se ha podido reproducir en cultivos celulares la capacidad de MG y MS de penetrar y multiplicarse en células somáticas) lo cual permite escapar de la acción de muchos antibióticos de baja penetración tisular y evadir el sistema inmune del ave. Esta última acción también la lleva a cabo mediante el cambio de sus receptores de membrana proteicos por mecanismos genéticos muy complejos. Estas características intrínsecas de los micoplasmas sumadas a las  logísticas de la producción avícola dificultan seriamente la posibilidad de poder evitar la contaminación de los lotes libres de aves reproductoras.

Por estas razones es necesario trabajar fuertemente en el bienestar animal o manejo de las aves, premisa fundamental para bajar los niveles de estrés y así evitar las presentaciones clínicas de la enfermedad. Descuidar la limpieza y desinfección, lo cual disminuye la concentración no solo de micoplasmas sino también de bacterias secundarias y virus, es un error muy fácil de solucionar como así también lo es el uso de antimicrobianos de dudosa calidad solo por su costo y buscando resultados solo a corto plazo.

El control de micoplasmas mediante el uso de antibióticos sigue siendo en la actualidad una de las principales medidas para disminuir las pérdidas ocasionadas por estos agentes.  Los antibióticos de mayor uso para los tratamientos preventivos y curativos a campo son la tilosina, la tiamulina y la asociación lincomicina-espectinomicina. Los antibióticos más recientes disponibles comercialmente son dos productos macrólidos, la tilmicosina (Roussan, 2006) y la tilvalosina (Cerdá, 2002a; 2002b; 2006b;) los cuales presentan valores de CIM (Concentraciones Inhibitorias Mínimas) más bajos que la tilosina y otras drogas de igual espectro, como así también mejor biodisponibilidad y actividad "in vivo". Se ha reportado actividad sinérgica frente a cepas de MS al combinar tilvalosina o tiamulina con la clortetraciclina, oxitetraciclina y doxiciclina (Bursch, 1993)(Cerdá, 2000). Estas combinaciones no solo aumentan la actividad contra micoplasmas sino que son más efectivos contra los complejos respiratorios ya que aumentan el espectro de actividad controlando las bacterias Gram negativas asociadas secundariamente.

La aplicación de dosis bajas "preventivas" o sub-terapéuticas solo conduce a la muerte de estas valiosas herramientas. El término preventivo no significa subdosificación sino profilaxis, o sea aplicar un tratamiento cuando se tiene certeza por algún método indirecto (serología, histórico de la granjas, etc.) de la contaminación de un lote antes de que se observen signos clínicos de la enfermedad. Una práctica muy frecuente en algunas granjas es el uso continuo y a dosis bajas de antibióticos antimicoplásmicos como promotores de crecimiento, tal es el caso de tilosinas fosfato o inclusive tiamulina a dosis bajas (hasta de 30 ppm durante las  3 primeras semanas de vida).

Este tipo de tratamientos ha llevado a la aparición de cepas resistentes a la tilosina y a reducción de la actividad de la tiamulina. Recientemente hemos publicado un caso de un brote de Sinovitis Infecciosa en gallinas de postura comercial en donde logramos aislar una cepa de MS altamente resistente a la tilosina (Cerdá, 2010). En esta granja se usaba un programa continuo de medicación con tilosina fosfato. El uso de tiamulina en forma continua a dosis bajas en el alimento responde a la interacción que posee con los ionóforos imposibilitando su uso en forma terapéutica contra micoplasmas, lo cual se lograría dando dosis de al menos 15 mg/kg durante por un mínimo de 4 días. Mi criterio, al igual que el de otros técnicos, es que las medicaciones al alimento sólo deberían ser aplicadas en programas preventivos, o sea antes de que se observen signos clínicos, pero a dosis terapéuticas y en pulsos de 5 a 7 días. Cuando no es posible contar con técnicas diagnósticas de alta sensibilidad pero se tiene una alta sospecha de presencia de micoplasmas por transmisión vertical o lateral por poseer granjas de edades múltiples o granjas vecinas muy cercanas, no considero erróneo usar alguna medicación preventiva al alimento siempre y cuando se usen a las dosis correctas y en pulso.

También es importante considerar establecer una rutina de rotación de  estos programas a fin de preservar la efectividad de los fármacos. Personalmente considero que la frecuencia de rotación debería ser mayor en granjas de edades múltiples, sean estas de postura comercial o pollos de engorde, que para las granjas de una sola edad. Es importante destacar que no se espera la aparición de nuevos fármacos específicos contra micoplasmas, lo cual debería fortalecer la premisa de "cuidar a los que tenemos en mano". Las medicaciones al agua son las realmente "terapéuticas" y por lo tanto deberían ser siempre empleadas en primer lugar frente a la aparición de signos clínicos respiratorios. Mediante esta vía se pueden lograr concentraciones plasmáticas y tisulares mucho más altas que en la medicación al alimento y por lo tanto más efectivas. Actualmente la Unión Europea se ha basado en este criterio para no permitir el registro de productos premix para la medicación en el alimento para aves, aceptando solo el uso de medicación al agua y a dosis terapéuticas durante un mínimo de 5 días. Si estas administraciones se hacen en pulso, o sea en el lapso de 4 a 6 horas y luego de una restricción hídrica de al menos un par de horas, las concentraciones logradas son aún mayores. Esto lo hemos observado claramente en ensayos de farmacocinética de un macrólido de última generación (Cerdá, 2006a).

Las concentraciones en plasma, lavado bronquial y homogeneizado pulmonar observadas fueron significativamente mayores usando la dosis pulso frente a la dosis continua de 24 hs. Estas concentraciones fueron varias veces superiores a las Concentraciones Inhibitorias Mínimas (CIM) para MG y MS, mientras que las de la aplicación en forma continua fueron levemente superiores, lo cual explica los buenos resultados de control que se observan también con este tipo de administración. Sin embargo se necesitan realizar estudios más prolongados para determinar la real eficacia de los tratamientos continuos en cuanto a la eliminación total de micoplasmas y/o el desarrollo de resistencia antimicrobiana. Si comparamos la dosis pulso en agua de bebida con la forma de medicación en otras especies animales (incluyendo la nuestra), veremos que en ninguna, salvo en los cerdos,  se medica en el agua o el alimento y al única razón es práctica, no farmacológica, ya que no hay otra posibilidad de hacerlo, salvo la inyectable en contadas excepciones y por una sola vez debido a su dificultad de aplicación y agresividad. Por lo tanto lo más parecido farmacológicamente hablando a una aplicación en bolo oral, como es el caso de los comprimidos o píldoras, sería la administración en el agua de bebida en pulso aquí descrita. Si bien esta sería la vía ideal de terapéutica antimicoplásmica, lamentablemente no puede ser aplicada con todos los antimicoplásmicos por diferentes razones como ya se detalló para la tiamulina por su interacción con coccidiostatos en el pollo de engorde, o por la dificultad de mezclado y palatabilidad con otras drogas. También el tipo de agua y sistemas de bebederos pueden ser una limitante como así también la poca confiabilidad en los encargados de realizar la medicación.

Para terminar, siempre es pertinente resaltar la importancia de mantener los lotes libres de esta enfermedad especialmente de reproductoras ya que son los diseminadores primarios de la misma. Esto no solo genera claros beneficios económicos al productor sino que conduce a un menor uso de antibióticos y por ende a su mayor vida útil. Para esto es fundamental el apoyo en los laboratorios de diagnóstico para el monitoreo de los lotes, ya sea mediante técnicas serológicas, aislamiento o PCR (Carli, 2003; García, 2005). No obstante pienso que la eliminación de lotes de reproductoras positivas a MG o MS debe exigirse solo en aquellas granjas que comercializan su progenie a terceros o integraciones grandes que movilizan pollitos de un día por distintos estados. La experiencia ha demostrado que esto tiene sentido solo en granjas muy aisladas con muy alta bioseguridad en donde han ocurrido accidentes en su implementación. Aquellas granjas que están en zonas más pobladas se vuelven a contaminar en poco tiempo. En el resto, los programas de vacunación (en los países donde esta práctica está permitida en reproductoras)(Turner, 1998) y de medicación estratégica han demostrado ser una herramienta efectiva para eliminar o reducir la transmisión vertical de estos agentes.

Referencias:

1.       Bradbury, J. M. 2003. Mycoplasma infections still cause problems in Europe. Special Mycoplasma. World Poultry. Magazine on Processing & Marketing. pp 33.

2.       Bursch, D. and Stipkovits, L. 1993. Enhancement effect of tiamulin and chlortetracycline or tiamulin and doxicycline combinations against mycoplasmas. Proceedings of the 10^th International Congress of the World Veterinary Poultry Association, Sydney, Australia, p 167, abtract 88.

3.       Carli, T. and Eyigor, A. 2003. Real-Time polymerase chain reaction for detection of Mycoplasma gallisepticum in chicken trachea. Avian Dis. 47 (3): 712-717.

4.       Cerdá, R. O.; Petruccelli, M. A.; Landoni, M. F. 2000. Actividad in vitro de Aivlosin (3-acetil, 4"isovaleril tartrato de tilosina) en combinación con clortetraciclina y oxitetraciclina frente a cepas de Mycoplasma synoviae. Jornadas Latinoamericanas de Farmaco-toxicología  Veterinaria. Tandil. Bs. As. Argentina.

5.       Cerdá, R. O.; Giacoboni, G. I.; Xavier, J. A.;  Sansalone, P. L.; Landoni, M.F. 2002a. In vitro antibiotic susceptibility of field isolates of Mycoplasma synoviae in Argentine. Avian Dis. 46: 215-218.

6.       Cerdá, R. O.; Píscopo, M.; Unzaga, F.; Marino, F. P. y Petruccelli, M. A. 2002b. Eficacia del 3-acetil, 4-isovarleril tartrato de tilosina en el tratamiento de la enfermedad respiratoria crónica (Mycoplasma synoviae). XXVII Convención Anual de la Asociación Nacional de Especialistas en Ciencias Avícolas de México. Puerto Vallarta, Jalisco, México.     

7.       Cerdá, R. O.; Petruccelli, M. A.; Piscopo, M.; Herrero, M. and Landoni, M. F. 2006a. Pharmacokinetics of acetylisovaleryltylosin tartrate (aivlosin) in 2-weeks-old chicken after intravenous and oral administration. AAVM 3^rd International Conference. Orlando. USA.

8.       Cerdá, R. O.; Origlia, J.; Piscopo, M.; Herrero, M.; Petruccelli, M. A. and Landoni, M. F. 2006b. Therapeutic Efficacy of 3-Acetyl-4"-Isovaleryltylosin against Mycoplasma gallisepticum in broiler chickens. IOM 16^th International Congress. Cambridge. UK. 

9.       Cerdá, R., Origlia, J., Uriarte, J., Gornatti,  D., Viora,  S.,  Cardaci,  M. and M. Landoni.  2010. Effectiveness of tylvalosin (Aivlosin®) against a tylosin-resistan Mycoplasma synoviae infection in a commercial layer hen farm. (AAVM 5^th International Conference).  Tel Aviv, Israel, May 11-15.

10.    Feberwee, A., de Wit, J. J. and Landman, W. J. M. 2009. Induction of eggshell apex abnormalities by Mycoplasma synoviae: field and experimental studies. Avian Pathology, 38: 1, 77 - 85.

11.    Ferguson, N.; Hermes, D.; Leiting, V. and Kleven, S. 2003. The characterization of a naturally occurring infection of Mycoplasma gallisepticum house finche-like strain in turkey breeders. Avian Dis. 523-530.

12.    García, M.; Ikuta, N.; Levisohn, S. and S. Kleven. 2005. Evaluation and comparison of various PCR methods for detection of Mycoplasma gallisepticum infection in chickens. Avian Dis. 49 (1): 125-132.

13.    Kleven, S. H. 1997. Mycoplasma synoviae infection. In: Diseases of Poultry (Calnek, B. W., Ed.) 10th edition, Iowa State University Press, Ames, Iowa,   pp. 220 - 225.

14.    Kleven, S. H. 2003. Mycoplasma & multifactorial respiratory disease. Special Mycoplasma. World Poultry. Magazine on Processing & Marketing. pp: 6-7.

15.    Mc Auliffe, L.; Ellis, R.; Miles, K.; Ayling, K. and Nicholas, R. 2006. Biofilm formation by mycoplasma species and its role in environmental persistence and survival. Microbiology 152: 913-922.

16.    Roussan, D.; Abu-Basha, E. and Haddad, R. 2006. Control of Mycoplasma gallisepticum infection in commercial  broiler breeder chicken flocks using tilmicosin (Provitil Powder®) oral formulation. Int. J. of Poultry Science 5 (10): 949-954.

17.    Turner, K. S., and S. H. Kleven.  1998. Eradication of live F strains Mycoplasma gallisepticum vaccine using live ts-11 on a multiage commercial layer farm. Avian Dis. 42:404-407.