Salmonella en huevos

Introducción

La salmonelosis es una enfermedad producida por las enterobacterias del género Salmonella. La serovariedad específica de las aves es Salmonella Gallinarum que comprende dos biotipos S. gallinarum y S. pullorum, descriptas como agentes etiológicos de la tifosis y pullorosis aviar respectivamente (Colusi et al., 1984; Shivaprasad, 2003).

Salmonella gallinarum subsiste en explotaciones comerciales de Latinoamérica (Chacana & Terzolo, 2003). En tal sentido en Argentina, después del lanzamiento del Plan Nacional de Sanidad Avícola, el Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (SENASA) la ubica entre las enfermedades de monitoreo rutinario en planteles de reproductores, en función de la magnitud que para su diseminación adquiere la transmisión vertical (SENASA, 2004). Aunque en este tipo de vía el número de huevos infectados sólo es del 3 %, los pollitos nacidos actúan como vectores y multiplicadores de la enfermedad. Por otro lado, la vía horizontal también ocurre cuando las aves sanas se contaminan con heces infectadas y a través del canibalismo entre planteles (Chacana & Terzolo, 2003). En la industria avícola, no debe descuidarse el control y la prevención de la tifosis producida por Salmonella Gallinarum, ya que su importancia epidemiológica y productiva así lo imponen. Por ello, el objetivo del trabajo fue estudiar la infección de SG en huevos embrionados de aves de postura para realizar propuestas de prevención y control.

Materiales & Métodos

Huevos embrionados
Se utilizaron 90 huevos embrionados de aves de postura comerciales libres de Salmonella spp., que se incubaron en un equipo automático eléctrico marca Yonar, de fabricación argentina, modelo 300AD con volteo automático cada sesenta (60) minutos, a una temperatura de 36,5 ºC y con un 70 % de humedad relativa. La prueba se realizó en el bioterio avícola del campo experimental de la Universidad Nacional de Luján.

Inoculación
Para la infección se inocularon embriones de once días de edad vía cavidad alantoidea, (representando la infección vertical) con 1 x 10 unidad formadora de colonia (UFC) por huevo. Para realizar la misma se observaron al ovoscopio noventa huevos de los cuales sólo se infectaron cuarenta y cinco quedando determinados dos tratamientos: testigo e infectado. En ellos se distinguió una zona de la membrana alantoidea distante del embrión y libre de vasos sanguíneos en la parte lateral del huevo, la cual se desinfectó con alcohol, se introdujo una jeringa de tuberculina con el fin de inocular 0,1 ml de una solución conteniendo SG, sin desgarrar la membrana interna, y se selló con adhesivo líquido.
La cepa utilizada fue SG INTA 91 (cedida por el Dr. Horacio Terzolo de la Estación Experimental Agropecuaria del Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria de Balcarce, INTA-EEA Balcarce, Argentina).

Diseño experimental
El ensayo constó de 2 tratamientos, con 45 repeticiones distribuidas al azar.
T1: Tratamiento sin inocular (Testigo) T2: Tratamiento inoculado con SG.

Toma de muestras
Para observar la presencia o ausencia se tomaron muestras de hígado, intestino, corazón y saco vitelino a los 14 días de edad del embrión y se realizó recuento solamente en este último. A los 18 días se repitió la toma de muestras incluyendo estómago y bazo.
Al nacimiento se incorporaron a la evaluación las siguientes muestras: materia fecal, unión cecal, riñón, pulmón y ciego. En cada uno los muestreos se utilizaron diez individuos tomados al azar.

Detección de SG
La metodología utilizada para la detección y aislamiento de SG consistió en colocar las muestras en 10 ml de agua peptonada bufferada (APB) e incubarlas a 37°C por 24± 2h. Posteriormente, se transfirió 0,1ml de APB a 10 ml de caldo Rapapport-Vassiliadis con soja (RVS), para su enriquecimiento, que se incubaron por 24 ±1 h a 42°C. Luego, se sembró en un medio selectivo y diferencial, agar Xilosa Desoxilato (XLD), el que se incubó por un periodo de 24±1h a 37°C. Para la cuantificación de las salmonelas en las aves se colocó 1g de materia fecal en 10 ml de APB que se agitó vigorosamente durante 30 segundos y luego se sembró en superficie en medio selectivo y diferencial. Este mismo procedimiento se realizó para el recuento de Salmonella en anexos embrionarios.

Resultados

A los 21 días de incubación nacieron 40 pollitos del tratamiento testigo y 32 del infectado observándose una diferencia del 17,78% entre ambos. Los embriones infectados presentaron mortandad en todas las etapas de la incubación y, además, existió un 6,67 % de embriones picados no nacidos (Tabla 1).

Tabla 1. Porcentajes de mortandad embrionaria a lo largo de la incubación

Tratamiento	Mortandad hasta 18 días	Mortandad después 18 días	Picados no nacidos
Testigo	0	11,11	0,00
Infectados	6,67	15,56	6,67

En un solo embrión no se aisló la bacteria en ninguna de las muestras a los 14 días de incubación. El recuento de SG en anexos embrionarios fue posible sólo en 4 embriones. Se observó presencia de SG, en un elevado número de órganos (Tabla 2).

Tabla 2. Recuentos y aislamientos de SG en los diferentes órganos a los 14 días

Aves	Recuento Anexos embrionarios	Estómago	Hígado	Intestino	Corazón	Anexos embrionarios
1	0	1	1	0	0	1
2	0	0	0	0	0	1
3	0	0	0	0	0	0
4	0	1	0	1	0	1
5	0	1	0	0	0	1
6	0	1	1	1	1	1
7	2x10³	1	1	1	1	1
8	1,2x10⁴	1	1	1	1	1
9	6,5x10⁶	1	1	1	1	1
10	3x10⁵	1	1	1	1	1

^{Referencias: 0 ausencia de SG. 1 presencia de SG.}

A los 18 días de incubación, tal como se observó a los 14 días, en un solo embrión no se aisló la bacteria en ninguna de las muestras. El recuento en anexos embrionarios fue de 1x10³ a 5x10⁵ UFC. Sin embargo, en uno de los embriones se aisló SG en anexos embrionarios a pesar de que el recuento resultó negativo. El 50 % de los animales presentaron aislamiento en estómago e intestino y en ninguno se aisló SG en hígado, bazo y corazón (Tabla 3).

Tabla 3. Recuentos y aislamientos de SG en los diferentes órganos a los 18 días

Aves	Recuento Anexos embrionarios	Estómago	Hígado	Intestino	Corazón	Bazo	Anexos embrionarios
1	0	1	0	0	0	0	1
2	2x10⁵	0	0	1	0	0	1
3	4x10³	0	0	1	0	0	1
4	5x10⁵	1	0	0	0	0	1
5	1x10³	0	0	0	0	0	1
6	0	0	0	0	0	0	0
7	1x10³	1	0	1	0	0	1
8	2x10⁵	1	0	0	0	0	1
9	1x10³	1	0	1	0	0	1
10	1x10⁴	0	0	1	0	0	1

^{Referencias: 0 ausencia de SG. 1 presencia de SG.}

Todos los embriones infectados presentaron al nacimiento SG en anexos embrionarios pero sólo se pudo contabilizar con la metodología utilizada en dos de las aves en valores de 5x10⁸ y 3x10⁴ UFC.

Un alto porcentaje (80%) se detectó en materia fecal, mientras que en los diferentes órganos se aisló en rangos que fueron del 50 % al 70 % (Tabla 4).

Tabla 4. Recuentos y aislamientos de SG en los diferentes órganos a los 21 días

Aves	Recuento Anexos embrionarios	AE	E	H	I	C	B	MF	UC	R	P	Ci
1	0	1	0	1	1	0	1	1	1	0	1	1
2	0	1	1	1	0	1	1	1	1	1	1	1
3	0	1	1	0	1	1	0	1	1	1	1	0
4	0	1	1	0	1	1	0	1	1	0	0	1
5	0	1	1	0	1	1	1	1	1	1	1	1
6	5x108	1	0	1	1	1	1	0	0	1	1	0
7	0	1	0	1	1	1	1	0	0	1	1	0
8	3x104	1	0	1	1	1	1	1	0	0	1	1
9	0	1	1	1	0	0	0	1	0	0	0	0
10	0	1	0	0	0	0	0	1	1	1	0	0

^{Referencias: 0 ausencia de SG. 1 presencia de SG. AE: anexos embrionarios; E: estómago; H: hígado; I: intestino; C: corazón; B: bazo; MF: materia fecal; UC: unión cecal: R: riñón; P: pulmón; Ci: ciego.}

Conclusiones

Se concluye que existió un porcentaje importante de embriones que murieron durante la incubación. Una baja concentración de SG fue suficiente para desarrollar la infección, lo que parece ser responsable de la mortandad embrionaria señalada, como asimismo de aquellos picados no nacidos. A los 21 días se evidenció un elevado porcentaje de eliminación de SG en materia fecal y el aislamiento en el 100 % en anexos embrionarios, mientras que su presencia en los diferentes órganos fue superior al 50 %. Estos resultados se diferencian con lo hallado en edades inferiores en donde, entre otros órganos, el aislamiento en los anexos embrionarios fue del 90 %.
La búsqueda rutinaria de SG en anexos embrionarios permitiría la detección temprana de la bacteria en plantas de incubación.

Bibliografía

Chacana PA & Terzolo HR. 2003. Revisión sobre Pullorosis y Tifosis Aviar. Nuevos Enfoques para Viejos Conceptos. Rev. Med. Vet.84:14-20.

Colusi A, Romano R & Manetti J. 1984. Tifosis Aviaria en la República Argentina. Sanidad Aviar. 2:4-14

SENASA 2004. Manual de Procedimientos Operativos. Plan Nacional de Sanidad Avícola. Programa de Control de la Micoplasmosis y Salmonelosis de las aves. Programa de Vigilancia Epidemiología para la Influencia Aviar (SENASA, Argentina).

Shivaprasad HL. 2003. Pullorum Disease and Fowl Typhoid. pp. 568-582. In: Saif YM, Barnes HJ, Glisson JR, Fadley AM, McDougald LR, Swayne DE (Editors). Diseases of Poultry (11th ed.), Iowa State Press, Ames, IA.

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Infección experimental de Salmonella Gallinarum en huevos embrionados de aves de postura

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